FREQUÊNCIA DE Staphylococcus aureus RESISTENTE À METICILINA EM SUÍNOS DE TERMINAÇÃO NO RIO GRANDE DO SUL

 

Staphylococcus (S.) aureus é um dos patógenos nosocomiais mais importantes em humanos, cuja incidência tem aumentado mundialmente (CADDICK et al., 2006). Os antibióticos β- lactâmicos são os mais utilizados no tratamento de infecções causadas por estafilococos, porém as cepas de S. aureus apresentam alta taxa de resistência à meticilina, denominadas ?Methicillin-resistant Staphylococcus. aureus? (MRSA), o que implica na resistência a todos os β-lactâmicos (VELASCO et al., 2005). Animais domésticos são portadores de MRSA, inclusive suínos. Além disso, a transmissão entre homem e suínos vem sendo relatada (ARMAND-LEFEVRE et al., 2005; HUIJSDENS et al., 2006) e a semelhança genética entre cepas foi observada (HUIJSDENS et al., 2006). O objetivo do trabalho foi avaliar suabes nasais coletados de suínos de terminação no Rio Grande do Sul quanto à presença de MRSA através de isolamento em meio suplementado com oxacilina (ORSA).

 

Foram coletados 350 suabes nasais de suínos de terminação com 70 a 143 dias de idade. A amostragem foi realizada em cinco granjas localizadas na região nordeste do estado do Rio Grande do Sul, Brasil. Os suabes foram armazenados sem meio de transporte e transportados sob refrigeração até o Setor de Suínos da Faculdade de Veterinária da Universidade Federal do Rio Grande do Sul (UFRGS). As amostras foram imediatamente semeadas em meio seletivo e diferencial de S. aureus, Ágar Baird Parker, e mantidas em estufa a 37ºC por 48 horas. Após a observação de colônias típicas de S. aureus, as mesmas foram inoculadas em caldo BHI (Brain Heart Infusion) a 37ºC por 24 horas. Após a turvação do meio, uma alíquota foi utilizada para teste de coagulase em tubo. Amostras coagulase positivas foram selecionadas para teste em Ágar para análise de resistência à oxacilina (ORSA) suplementado com 2mg/L de oxacilina. Este meio contém azul anilina para a detecção de fermentação de manitol. O crescimento de colônias azuis, a 37ºC em 24 ou 48 horas, evidencia a presença de amostras MRSA positivas. Ocorrendo o crescimento de pelo menos uma colônia em ORSA em até 48 horas, considerou-se que a amostra era resistente ao antimicrobiano.

 

A utilização de meio ORSA para a identificação de amostras de MRSA é um método vantajoso e com alta acurácia por apresentar sensibilidade de 91,4% (KLUYTMANS et al., 2002) até 98% (KARTHY, 2009) e especificidade de 95,5% a 98,3% (KLUYTMANS et al., 2002). Além disso, nem sempre as técnicas de biologia molecular estão disponíveis nos laboratorios (VELASCO et al., 2005), o que faz do meio suplementado com oxacilina uma alternativa eficaz na detecção de MRSA. As frequências e números de amostras positivas para S. aureus e MRSA podem ser encontradas na Tabela 1. Foi observada uma frequência de 18,0% de amostras positivas para S. aureus, com nítida diferença entre as granjas avaliadas. No entanto, após isolamento em meio ORSA, das 350 amostras coletadas nas cinco terminações, apenas 18 foram MRSA positivas, ou seja, uma frequência de 5,1%. Se considerarmos somente as 63 amostras de S. aureus isoladas em Baird Parker, destas, 28,6% (18) foram MRSA positivas. A frequência média de MRSA foi baixa e variou entre 0 e 12,5% entre granjas (Tabela 1). No Brasil, poucos trabalhos de frequência em suínos foram encontrados. Masson et al. (2012) avaliaram suabes nasais de suínos em cinco granjas de ciclo completo e dois frigoríficos e observaram que 22,5% das amostras eram S. aureus positivas, semelhante aos valores encontrados neste trabalho. No entanto, nenhuma amostra avaliada pelos autores foi MRSA positiva após análise em ORSA ou PCR. Estes resultados, somados aos do presente trabalho, demonstram que nem todas as granjas apresentam animais MRSA positivos e que há uma grande variação entre granjas. No presente trabalho, frequências baixas entre granjas foram observadas, semelhante a países asiáticos, que apresentaram frequências de 0-7,8% (LIM et al., 2012) a 11,8% (CUI et al., 2009) e diferiu consideravelmente de países europeus, com frequências de 57,0% (KÖCK et al., 2009) e 39,0% (NEELING et al., 2007) em granjas de suínos ou frigoríficos. Mais estudos devem ser feitos em outras regiões do país, principalmente com relação à frequência de MRSA em suínos e humanos em contato com suínos, além da comparação de cepas através de PFGE ou outra técnica molecular.

 

Tabela 1 – Frequência e número de amostras positivas para S. aureus e resistentes à meticilina (MRSA) por granja avaliada.

Os números entre parênteses representam a quantidade de amostras positivas.

 

Os resultados encontrados neste trabalho indicam que S. aureus foi isolado de suabes nasais suínos em 18,0% das amostras e que somente 28,6% destes isolados foram MRSA positivos. Além disso, cepas de MRSA foram identificadas em quatro das cinco granjas avaliadas, cuja frequência média foi de apenas 5,1%.

 

1. ARMAND-LEFEVRE, L.; RUIMY, R.; ANDREMONT, A. 2005. Clonal comparison of Staphylococcus aureus isolates from healthy pig farmers, human controls and pigs. Emerging Infectious Diseases, (11): 711-714.

2. CADDICK, J. M.; HILTON, A. C.; ARMSTRONG, R. A.; LAMBERT, P. A.; WORTHINGTON, T.; ELLIOTT, T. S. 2006. Description and critical appraisal of principal components analysis (PCA) methodology applied to pulse-field gel electrophoresis profiles of methicillin-resistant Staphylococcus aureus isolates. Journal of Microbiological Methods, (65):87-95.

3. CUI, S.; LI, J.; HU, C.; JIN, S.; LI, F.; GUO, Y.; RAN, L.; MAN, Y. 2009. Isolation and characterization of methicilin-resistant Staphylococcus aureus from swine and workers in China. Journal of Antimicrobial Chemotherpy, (64):680 – 683.

4. HUIJSDENS, X. W.; VAN DIJKE, B. J.; SPALBURG, E.; VAN STANTEN-VERHEUVEL, M. G.; HECK, M. E.; PLUISTER, G. N.; WANNET, W. J.; DE NEELING, A. J. 2006. Community-acquired MRSA and pig-farming. Annals of Clinical Microbiology and Antimicrobials, (10): 5-26.

5. KARTHY, E. S. 2009. Performance of CHROM Agar and oxacilin resistant screening Agar base media for detection of Methicillin Resistant Staphylococcus aureus (MRSA) from chronic wound. Modern Applied Science, (3):51-56.

6. KLUYTMANS, J.; GRIETHUYSEN, A. V.; WILLEMSE, P.; VAN KEULEN, P. 2002. Performance of CHROM Agar selective medium and oxacilin resistance screening Agar base for identifying Staphylococcus aureus and detecting methicillin resistance. Journal of Clinical Microbiology (40):2480-2482.

7. KÖCK, R.; HARLIZIUS, J.; BRESSAN, N.; LAERBERG, R.; WIELER, L. H.; WITTE, W.; DEURENBERG, R. H.; VOSS, A.; BECKER, K.; FRIEDRICH, W. A. 2009. Prevalence and molecular characteristics of methicillin-resistant Staphylococcus aureus (MRSA) among pigs on German farms and import of livestock-related MRSA into hospitals. European Journal of Clinical Microbiology and infectious diseases, (28):1375-1382.

8. LIM , S. K.; NAM H. M.; JANG, G. C.; LEE, H. S.; JUNG, S. C.; KWAK, H. S. 2012. The first detection of methicilin-resistant Staphylococcus aureus ST 398 in pigs in Korea. Veterinary Microbiology, (155):88-92.

9. MASSON, G. C. I. H.; FERREIRA, G. S.; OLIVEIRA, L. F.; CARVALHO, S. 2012. Perfil de resistência a antimicrobianos de Staphylococcus aureus isolados de granjas e frigoríficos de suínos. Archives of Veterinary Science, (17):1-14.

10. NEELING, A. J.; VAN DEN BROEK, M. J. M.; SPALBURG, E. C.; VAN STANTENVERHEUVEL, M. G.; DAM-DEISZ, W. D. C.; BOSHUIZEN, H. C.; VAN DE GIESSEN, A. W.; VAN DUIJKEREN, E.; HUIJSDENS, X. W. 2007. High prevalence of methicillin resistant Staphylococcus aureus in pigs. Veterinary Microbiology, (122):366-372.

11. VELASCO, D.; TOMAS, M. M.; CARTELLE, M.; BECEIRO, A.; PEREZ, A.; MOLINA, F.; MOURE, R.; VILLANUEVA, R.; BOU, G. 2005. Evaluation of diferente methods for detecting methicilin (oxacilin) resistance in Staphylococcus aureus. Journal of Antimicrobial Chemotherapy, (55):379-382.