Meio ambiente enzimas

O grande avanço da avicultura nos últimos anos, em especial da produção de frangos de corte, deve-se, em parte, a uma série de estudos desenvolvidos nos mais diversos segmentos do setor, desde a genética até a nutrição animal. Com o melhoramento genético foram desenvolvidas linhagens altamente eficientes na produção de carne e ovos; com os avanços na nutrição animal, cada vez mais as formulações adéquam-se às reais exigências nutricionais das aves. Além disso, melhorias das técnicas de manejo, adaptações das instalações e os avanços relacionados à sanidade permitiram que a avicultura se tornasse uma das principais atividades do setor agropecuário brasileiro. Para suportar tanto crescimento, apenas no ano de 2008, a produção de rações para frangos de corte sofreu um aumento de 10,4%, sendo a avicultura responsável pelo consumo de pouco mais de 50% de todas as rações produzidas no Brasil, o que representa cerca de 30 milhões de toneladas (SINDIRAÇÕES, 2009).
Em contrapartida, é esperada para este ano significativa redução da produção das principais matériasprimas utilizadas na produção de rações (tabela 1), fato esse que, aliado ao crescimento populacional e a conseqüente redução da disponibilidade destes produtos, representa aumento de custos à produção de rações.

Com isso, uma alternativa encontrada, amplamente difundida e muito pesquisada na atualidade é a utilização de enzimas exógenas, aditivos que têm por objetivo quebrar os fatores antinutricionais presentes nos ingredientes, melhorar o aproveitamento das rações pelos animais, reduzir a excreção de poluentes, bem como reduzir os custos na alimentação sem que sejam afetados os parâmetros produtivos. Nesse contexto, enzimas que atuem sobre as fontes energéticas (carbohidrolases) e o fósforo dos vegetais (fitases) recebem maior atenção, uma vez que estes componentes (energia e fósforo) constituem uma fatia significativa no custo das formulações.

Dentre os principais fatores tidos como antinutricionais presentes nos ingredientes utilizados na produção de rações para aves figuram os polissacarídeos não amiláceos e o fitato. Os polissacarídeos não amiláceos (PNA’s), ou do inglês non-starch polysaccharides (NSP), são carboidratos de cadeias longas presentes principalmente na parede celular dos vegetais. Por sua vez, o fitato representa o complexo formado durante a maturação dos vegetais (MAGA, 1982) e que indisponibiliza às aves, além do fósforo, outros nutrientes. Os PNA’s reduzem a digestibilidade dos alimentos pelo fato de se ligarem a grandes quantidades de água e, dessa forma, aumentarem a viscosidade do conteúdo intestinal, acarretando em redução da atividade das enzimas edógenas sobre os nutrientes (COUSINS, 1999). SOUZA (2005) ressalta que, além de reduzirem os efeitos das enzimas endógenas, dentre outros efeitos, os PNA’s levam ao aumento do tempo de retenção da digesta, favorecendo assim a proliferação de bactérias no trago gastrintestinal dos monogástrivos. A tabela 2 apresenta a composição em PNA’s de alguns ingredientes utilizados na alimentação de aves.

Os monogástricos não sintetizam enzimas capazes de quebrar as complexas ligações químicas presentes nos PNA’s. Na figura 1 podemos observar um esquema geral da estrutura central dos cereais, bem como a presença dos polissacarídeos não amiláceos.

FIGURA 1: ESTRUTURA DOS GÃOS DE CEREAIS E POLISSÁRIDEOS NÃO AMILÁCEOS PRESENTES EM SUA CONSTITUIÇÃO (FONTE: BACH-KNUDSEN, 2001).

Nos ingredientes de origem vegetal utilizados na alimentação das aves, 50 a 80% do fósforo encontra-se na forma de fitato (figura 2), o que indisponibiliza, além do próprio fósforo, uma série de outros nutrientes (CHUNG, 2002). Na tabela 3 podem ser observadas as quantidades de fósfoto total, fósforo fítico (complexado e indisponível), fósforo não fítico, digestibilidade do fósforo e fósforo digestível de alguns ingredientes utilizados na produção de rações para aves.

FIGURA 2: ESTRUTURA DO ANEL DE MIO INOSITOL HEXAFOSFATO (ÁCIDO FÍTICO) (FONTE: ADAPTADO DE BEDFORD, 2000).

Como citado anteriormente, além de indisponibilizar o fósforo, o fitato também indisponibiliza às aves outros nutrientes; pode formar uma ampla variedade de sais insolúveis com minerais como o cálcio, manganês, ferro, zinco e magnésio, indisponibilizando-os à absorção intestinal (MADDAIAH et al., 1963; OBERLEAS, 1973; PALLAUF & RIMBACH, 1995). O ácido fítico apresenta ainda efeitos negativos sobre a digestão do amido (THOMPSON et al., 1987) e de proteínas e aminoácidos (KNUCKLES et al., 1985), inibindo a atividade de enzimas proteolíticas como pepsina e tripsina (SINGH & KRIKORIAN, 1982).

A figura 3 demonstra a estrutura do fitato e suas possíveis complexações.

 

Enzimas são, de maneira resumida, proteínas globulares que atuam como catalisadoras de processos biológicos, aumentando a velocidade de algumas reações químicas no organismo (CHAMPE & HARVEY, 1989). São substrato dependentes, necessitam de condições ideais de temperatura e pH e possuem um sítio de ligação, ou sítio ativo, ponto no qual ligam-se ao substrato, formando o complexo enzima-substrato que, em seguida, será convertido a enzima-produto (HENN, 2009). De acordo com GUENTER (2009), os principais objetivos/vantagens da suplementação de enzimas exógenas são: �� Remoção ou destruição dos fatores anti-nutricionais presentes nos grãos; �� Aumento da digestibilidade total da ração; �� Potencialização da ação de enzimas endógenas; �� Diminuição da poluição ambiental causada pela excreção excessiva de nutrientes nas fezes. Dentre as principais enzimas hoje utilizadas na alimentação de aves estão a fitase, amilase, protease e as enzimas NSP, que atuam, respectivamente, sobre fitato, amido, proteina e os polissacarídeos não amiláceos. Pode-se dizer que a fitase é utilizada quase que na totalidade das rações produzidas para a alimentação de aves, uma vez que seu substrato, o fitato, está presente em praticamente todos os ingredientes de origem vegetal. Além disso, com as recentes restrições impostas à utilização de produtos de origem animal na produção de rações, alternativas à substituição das fontes inorgânicas de fósforo, as quais encarecem as formulações, vêm sendo estudadas. Por outro lado, a utilização das enzimas NSP passou a ser amplamente difundida com o início da utilização de ingredientes tidos como alternativos, os quais contêm quantidades consideráveis de fatores antinutricionais como os polissacarídeos não amiláceos. Diferentemente da fitase, a utilização de determinada enzima NSP depende do ingrediente em questão, uma vez que os PNA’s possuem estruturas diferentes de acordo com sua fonte.

Atualmente, o mercado mundial de fitases movimenta cerca de US$ 250 milhões ao ano, com crescimento anual médio de 15%. A consistência dos resultados, comprovada pela bioeficácia das enzimas, bem como a preocupação com o meio ambiente e o aspecto econômico, são os principais motivos da crescente utilização de fitases na avicultura mundial. Considerando-se a baixa disponibilidade do fósforo nos ingredientes de origem vegetal e sabendo-se das restrições impostas à utilização de farinhas origem animal, pode-se dizer que o fostafo bicálcico consiste na principal fonte para a suplementação de fósforo nas dietas de aves; porém, por representar significativo custo às formulações (SOUZA, 2004), torna-se proibitivo a utilização de fontes inorgânicas de fósforo como fontes exclusivas deste mineral às aves. Aliando-se este importante fator (custo) à preocupação que hoje cresce, em relação ao meio ambiente e sua sustentabilidade, a utilização das fitases permite que dois objetivos sejam alcançados: atendimento das necessidades de fósforo por parte das aves e redução da excreção de fósforo no meio ambiente. As fitases são classificadas em duas categorias de enzimas, de acordo com o local onde é iniciada a hidrólise da molécula de fitato: 3-fitase e 6-fitase, que iniciam a hidrólise do anel de mio-inositol hexafostafo nas posições 3 e 6, respectivamente.

Teoricamente, a hidrólise do fitato, por meio de reações de desfosforilação, gera uma molécula de inositol e 6 moléculas de fósforo inorgânico, então disponíveis às aves. Porém, pelo fato de a molécula presente na posição 2 do anel de mio-inositol hexafostato ser, de certa forma resistente á hidrólise (WODZINSKI & ULLAH, 1996), o resultado final da ação da fitase seria então a formação de 5 moléculas de fósforo e uma de mio-inositol monofosfato (SELLE & RAVINDRAN, 2007). Como diversos fatores interferem a ação das fitases, dentre eles a concentração e a fonte do substrato, relação Ca:P, quantidade de fibra da ração, temperatura e pH, idade dos animais e conteúdo de vitamina D nas dietas (BEDFORD, 2000), não há quebra de 100% do fitato presente nos vegetais, bem como a hidrólise completa das moléculas de fitato. Para que sejam garantidas a estabilidade e a ação das enzimas fitases sobre o fitato, seu armazenamento deve ser em baixas temperaturas. O seu armazenamento a temperatura elevada reduz em 5% a estabilidade, enquanto a mistura da enzima em suplementos vitamínicos ou minerais reduz a estabilidade das fitases em 25% (PIZZOLANTE, 2000). De acordo com SIMONS et al. (1990), a estabilidade da enzima se mantém em 96% quando do condicionamento a 50ºC e peletização a 78ºC; porém, com elevação das temperaturas para 60 e 87ºC, respectivamente, a estabilidade da enzima é reduzida aos 54%. Considerando os prejuízos causados ao desempenho pela presença do fitato e a síntese praticamente nula de fitase endógena por parte das aves, torna-se completamente viável a utilização de fitases exógenas para o melhor aproveitamento do fósforo presente nos vegetais, com conseqüente redução dos custos com a formulação e a redução da excreção de fósforo e outros nutrientes no ambiente. SHELTON et al. (2004), avaliando a matriz nutricional de uma enzima comercial em dietas a base de milho e farelo de soja, observaram que foi possível considerar a matriz completa da enzima, incluindo aminoácidos e energia, sem prejudicar o desempenho e rendimento de carcaça de frangos de corte. Em trabalho realizado por PAYNE et al. (2005), avaliando duas enzimas comerciais na forma líquida e sólida, com 3 diferentes níveis de inclusão, não observaram diferenças no desempenho em relação as fontes de fitase utilizadas e observaram melhora a medida que a inclusão de fitase aumentava; foram realizados 3 experimentos onde os níveis de suplementação iam de 100 até 750 FTU/kg de alimento.

Muitos fatores que influenciam a resposta animal têm sido encontrados frente a diferentes tipos de fitases, incluindo propriedades moleculares. Algumas fitases possuem limitações para se manterem estáveis em ambiente gástrico, sendo que o fitato é solubilizado principalmente em regiões ácidas como o estômago (TAMIM et al., 2004). Uma dificuldade encontrada pelos nutricionistas no momento de utilizar fitase na sua formulação é o fato de que as fitases comerciais possuem unidades diferentes, por exemplo: FYT; FTU; PPU e PU, sendo que FYT �� FTU �� PPU �� PU. Segundo SELLE et al. (2006), devido a grande variação intrínseca entre as fitases, não existe uma metodologia padrão internacional para expressar sua atividade. Sendo assim, muitas vezes fica difícil a aplicação dos resultados encontrados em trabalhos científicos quando a enzima que está sendo utilizada não possui as mesmas unidades da relatada no trabalho em questão.

O fitato é o fator antinutricional responsável por indisponibilizar às aves cerca de 2/3 do fósforo presente nos vegetais (BANKS et al., 2004), trazendo assim a necessidade da suplementação de fósforo por meio da utilização de outras fontes. O papel fisiológico do ácido fítico nos vegetais é descrito como estoque de fósforo, reserva de grupos fosfatos reativos, estoque energético, fonte de cátions (CHERYAN, 1980) e iniciação da dormência (REDDY et al., 1982). COWIESON et al. (2004) sugerem que o fitato é um dos mais potentes fatores antinutricionais e sua presença resulta em perdas significativas de nutrientes e energia sob a forma de mucinas, células intestinais e, talvez, enzimas pancreáticas. Nos alimentos, sob condições naturais, o ácido fítico encontra-se carregado negativamente, o que lhe confere alto potencial para complexação com moléculas carregadas positivamente, como cátions e proteínas (CHERYAN, 1980). Em baixo pH o ácido fítico precipita Fe3+ quantitavamente e, em pH’s intermediário e alto, forma complexos insolúveis com outros cátions polivalentes, reduzindo a biodisponibilidade de vários minerais (GRAF, 1983). Em pH intestinal (7,4), o fitato forma complexos com metais preferencialmente na seguinte ordem decrescente: Cu > Zn > Co > Mn > Fe > Ca (OBERLEAS, 1973), indisponibilizando-os à absorção. Trabalhos recentes têm mostrado a influencia do fitato na metabolizabilidade de energia e aminoácidos (SELLE et al., 2006; COWIESON et al., 2008), quer seja por uma interação direta com aminoácidos carregados positivamente, pela privação da ativação dos cátions pertencentes às enzimas digestivas, ou ainda pelo excesso na produção de mucina, como mencionado anteriormente. Dessa forma, sugere-se que os efeitos da fitase sobre o aproveitamento de aminoácidos e energia devam-se principalmente à redução das perdas endógenas causadas pela presença do fitato.

A utilização de ingredientes tidos como alternativos (trigo, cevada, centeio, aveia, farelo de arroz, farelo de girassol, etc e seus subprodutos) na alimentação de aves, decorrente do aumento dos preços de ingredientes como o milho e o farelo de soja, foi o principal impulso à utilização das enzimas NSP. O termo NSP (non-starch polysaccharides), ou em português, PNA (polissacarídeos não amiláceos), representa uma diversidade de compostos que possuem diferentes propriedades físico-químicas. Seu principal efeito está associado com a viscosidade natural desses polissacarídeos e seu impacto na morfologia e fisiologia do trato digestivo, bem como com suas interações com a microflora intestinal. Os mecanismos envolvidos nesse processo incluem mudanças no trânsito, modificações na mucosa intestinal bem como alterações na regulação hormonal devida a variação na taxa de absorção dos nutrientes (BEDFORD & PARTRIDGE, 2001). Basicamente, o objetivo da utilização das enzimas NSP é o de quebrar as estruturas dos polissacarídeos não amiláceos (PNA’s), impedindo que estes manifestem seus efeitos sobre a viscosidade do meio intestinal e, com isso, interfiram na digestibilidade dos nutrientes e no conseqüente desempenho animal. A figura 4 demonstra o modo de ação dos PNA’s, bem como das enzimas NSP que os degradam. Existem hoje várias enzimas NSP’s disponíveis no mercado; entretanto, mesmo avaliando apenas a classe de xilanases, por exemplo, encontramos grandes diferenças de perfis de pH, estabilidade gástrica, sua capacidade de ligação as arabinoxilanos solúveis e/ou insolúveis, e também produtos finais gerados. Avaliando a ação de seis níveis de xilanase (0,0; 0,1; 0,2; 0,4; 0,8 e 1,6%) em dietas com quatro níveis de centeio (0,0; 20,0; 40,0; e 60,0%) em substituição ao trigo, BEDFORD & CLASSEN (1992a) observaram que a adição da enzima resultou em redução da viscosidade intestinal, bem como em aumento do ganho de peso. Além disso, os autores verificaram que existe uma relação direta entre a viscosidade da digesta e o ganho de peso das aves. É interessante a observação de que, em aves mais velhas, são maiores os ganhos conseguidos com a utilização da enzima em dietas à base de centeio; isso deve-se, provavelmente, ao aumento da capacidade digestiva e da motilidade intestinal em aves mais velhas. Em outro trabalho, no qual se utilizou a enzima ��-Glucanase em dietas à base de cevada, BEDFORD & CLASSEN (1992b) observaram redução da viscosidade intestinal, melhoria da conversão alimentar e aumento do ganho de peso quando da suplementação enzimática.

FIGURA 4: MODO DE AÇÃO DOS POLISSACARÍDEOS NÃO AMILÁCEOS (NSP – NONSTARCH POLISACCHARIDES) E DAS ENZIMAS QUE OS DEGRADAM (ENZIMAS NSP) (FONTE: SIMON (1998), citado por COUSINS (1999)).

Os polissacarídeos não amiláceos encontrados nos alimentos estão presentes principalmente na parede celular dos vegetais, destacando-se entre eles os arabinoxilanos e os ��-glucanos (ANNISON & CHOCT, 1994). Para COUSINS (1999), os PNA’s são classificados como fatores antinutricionais pelo fato de possuírem a capacidade de se ligarem a grandes quantidades de água (PNA’s solúveis), aumentando consideravelmente a viscosidade do meio intestinal e reduzindo assim a digestibilidade dos nutrientes; o autor cita ainda como conseqüência da ingestão de PNA’s o aumento da umidade das fezes das aves. Existem também os PNA’s insolúveis que, apesar se não influenciarem a viscosidade do meio, não são digeridos e absorvidos pelas aves. De modo geral, a viscosidade da digesta reduz o contato entre os nutrientes e as secreções digestivas, a ação das enzimas endógenas e dos sais biliares, reduz os movimentos peristálticos, aumentando o tempo de retenção da digesta e favorecendo a proliferação de bactérias no trato digestório (SOUZA, 2005); ocorrem ainda alterações no desenvolvimento do trato gastrintestinal das aves, principalmente sobre o tamanho dos órgãos (BEDFORD & PARTRIDGE, 2001). O milho e o farelo de soja comumente utilizados nas dietas no Brasil são considerados ingredientes não viscosos e apresentam uma quantidade de PNA’s relativamente baixos quando comparados com dietas a base de trigo, cevada ou centeio. Mesmo assim, os componentes insolúveis dos PNA’s presentes no milho e no farelo de soja podem estar relacionados com o efeito de encapsulamento de nutrientes, citado por GRACIA et al. (2003). Este efeito pode ser observado em trabalho realizado por MENG & SLOMINSKI (2005), onde a utilização de um complexo enzimático em dietas a base de milho e farelo de soja teve efeito sobre a digestibilidade de amido, proteína e na metabolizabilidade da energia; o complexo utilizado continha xilanase, pectinase, glucanase, celulase, mananase e galactanase. Além disso, a suplementação de enzimas exógenas reduz a síntese de enzimas endógenas e, como conseqüência, o organismo tem à disposição maior quantidade de aminoácidos para a síntese protéica.

É indiscutível o avanço da atividade avícola em todo o mundo e, principalmente, no Brasil. O desenvolvimento de novas tecnologias e a adoção de novas práticas de manejo e nutrição foram alguns dos fatores que colaboraram para a consolidação da avicultura como uma das principais atividades do agronegócio brasileiro; como sabemos, o Brasil figura entre os maiores produtores e exportadores mundiais de carnes, dentre elas a carne de frango. Porém, a produção encontra hoje não apenas a necessidade de atender a demanda de alimentos; há também as exigências de instituições visando a redução dos impactos ambientais gerados pela produção animal. Outro desafio encontrado, neste caso especificamente para os nutricionistas, é a redução dos custos com a formulação das dietas; para a discussão que se pretende aqui, estas duas situações podem ser analisadas de maneira conjunta. Como sabemos, a utilização de enzimas exógenas tem por objetivo permitir aos animais um melhor aproveitamento dos nutrientes presentes na dieta. Com isso consegue-se, além da redução dos custos de formulação (uma vez que é possível a utilização de ingredientes com “qualidade inferior”), a redução na excreção de nutrientes. De certa forma, no Brasil, a poluição ambiental gerada pela avicultura passou a ser discutida enfaticamente a partir do ano de 2001, ano em que o Ministério da Agricultura, Pecuária e Abastecimento proibiu, por meio da Instrução Normativa Nº. 15, a utilização de cama de frango na alimentação de ruminantes. O destino encontrado para o grande volume produzido (entre 1,4 e 1,7 kg/ave; ANUALPEC, 2004) foi a sua utilização na agricultura, como adubo. Diferentemente do que se pensa na teoria, na prática observamos que os dejetos de aves são consideravelmente mais poluentes do que de animais como suínos e bovinos (tabela 4), o que enfatiza a necessidade da redução na excreção de nutrientes e, conseqüentemente, do impacto ambiental gerado pela avicultura.

FONTE: HAMMOND (1994)

No caso do fósforo, por exemplo, é possível observamos a grande quantidade excretada pelas aves. Além de ser altamente prejudicial quando presente em excesso no ambiente, o fósforo é obtido por meio de extrações de fontes não renováveis. Sendo assim, quando as fontes esgotarem, como será a suplementação de fósforo às aves? Talvez este seja o exemplo mais claro para o entendimento do papel das enzimas (fitases, nesse caso) na redução dos impactos ambientais gerados pela produção animal. Considerando que mais de 2/3 do fósforo presente nos ingredientes de origem vegetal encontra-se na forma de fitato, indisponível às aves, fica clara a necessidade da suplementação por meio de fontes inorgânicas ou então através das farinhas de origem animal. Porém, as fontes inorgânicas de fósforo encarecem as formulações, uma vez que este é o 3º componente mais caro da dieta e, as farinhas de origem animal já têm seu uso restrito por alguns mercados. Sendo assim, a suplementação com a enzima fitase, por otimizar o aproveitamento do fósforo presente na dieta, reduz o custo da formulação (menor suplementação com fontes inorgânicas) e a excreção de fósforo no ambiente (melhor aproveitamento por parte das aves). Fica clara assim, a relação existente entre os dois fatores discutidos: custo de formulação e redução na excreção de nutrientes. Logicamente, se os animais recebem a quantidade de nutrientes adequada e excretam menos, estão aproveitando de maneira mais eficiente o que lhes é fornecido. Com isso, deixa de existir (ou reduz) a necessidade da suplementação por meio da utilização de fontes específicas de fósforo e energia (óleos e gorduras)), o que reduz o custo da formulação.

ANNISON, G.; CHOCT, M. Plant polysaccharides – their physiochemical properties and nutritional roles in monogastric animals. In: LYONS, T.P.; JACQUES, K. A. Biotechnology in the feed Industry. Procedings of Alltech’s Tenth Annual Symposium. Nottingham: Nottingham University Press, p. 51-66, 1994. ANUALPEC – Anuário estatístico da pecuária de corte. São Paulo: FNP – Consultoria & Comércio, 2004. 250p. BACH-KNUDSEN, K.E.; JØRGENSEN, H. Intestinal Degradation of Dietary Carbohydrates. Birth to Maturity. In Lindberg, L.E and Ogle, B. (editors): Digestive. Physiology of Pigs and Poultry, chap. 26. CABI Publishing. 2001. BANKS, K.M. et al. The effects of copper on the efficacy of phytase, growth, and phosphorus retention in broiler chicks. Poultry Science, v.83, p.1335-1341, 2004. BEDFORD, M.R.; CLASSEN, H.L. Reduction of intestinal viscosity through manipulation of dietary rye and pentosanase concentration is effected through changes in the carbohydrate composition of the intestinal aqueous phase and results in improved growth rate and feed conversion. Journal Nutr., 122: 560-569; 1992a. BEDFORD, M.R.; CLASSEN, H.L. Reduction of intestinal viscosity on barley-fed broilers by P-glucanase: site of action and effect on bird performance. Animal Prod., 54: 88. 1992b. BEDFORD, M.R. Exogenous enzymes in monogastric nutrition – their current value and future benefits. Animal Feed Science and Techonology. 86. 1-13. 2000. BEDFORD, M.R.; PARTRIDGE, G.G. The role and efficacy of carbohydrase enzymes in pig nutrition. In: Enzymes in Farm Animal Nutrition, p. 161-198. Wallingford, Oxon.; CABI Publishing, 2001. CHERYAN, M. Phytic acid interactions in foods systems. Critical Reviews in Food Science an Nutrition, v.13, p.297-335, 1980. CHOCT, M.’ANNISON, G. Anti-nutritive effect of wheat pentosans in broiler chickens: roles of viscosity and gut microflora. British Poultry Science, 33:821-834, 1992. COUSINS, B. Enzimas na nutrição de Aves. In: I Simpósio Internacional ACAV – EMBRAPA sobre nutrição de aves. Concórdia, SC, Brasil. Anais... p. 118-132. 1999. COWIESON, A.J.; ACAMOVIC, T.; BEDFORD, M.R. The effects of phytase and phytic acid on the loss of endogenous amino acids and minerals from broiler chickens. British Poultry Science, 45:101, 2004. COWIESON, A.J.; RAVINDRAN, V.; SELLE, P.H. Influence of dietary phytic acid and source of microbial phytase on ileal endogenous amino acid flows in broiler chickens. Poultry Science, 87:2287-2299, 2008. CHAMPE, P.C.; HARVEY, R.A. Enzimas. In: Bioquímica Ilustrada, 2. ed. São Paulo: Artes Médicas, 446 p. 53-66 p. 1989. CHOCT, M. et al. Increase small intestinal fermentation is partly responsible for the antinutritive activity of non-starch polysaccharides in chickens. British Poultry Science. v.37, p.609-612, 1996. CHUNG, T.K. Roche Vitamins Asia Pacific LTD. In: Maximising response to phytase. World Poultry – Elseiver Volume 18, n. 8, 2002. GRACIA, M.I.; ARANÍBAR, M.J.; LÁZARO, R.; MEDEL, P.; MATEOS, G.G. Alfa-amylase supplementation of broiler diets based on corn. Poultry Science, 82:436-442, 2003. GRAF, E. Applications of phytic acid. Journal of the American Oil Chemist’s Society, v.60, p.1861-1867, 1983. GUENTER, W. Departament of Animal Science, University of Manitoba, Canada. In: Pratical experience with the use of enzymes. Disponível em: (http://www.idrc.ca/es/ev-30924-201-1-DO_TOPIC.html) Acessado em: 02/07/2009. HAMMOND, C. Animal waste and the environment. Cooperative Extension Service. The University of Georgia College of Agricultural & Environmental Sciences. Circular 827 out. 1994. HENN, J.D. Aditivos Enzimáticos em dietas de suínos e aves. In: Bioquímica do tecido animal. Pós-graduação em Ciências Veterinárias da Universidade Federal do Rio Grande do Sul.. Disponível em: < http://www6.ufrgs.br/bioquimica/> Acessado em: 02/07/2009. IBGE. Instituto Brasileiro de Geografia e Estatística. Produção agrícola brasileira. Produção. Confronto das safras de 2008 e 2009 – Brasil – Maio 2009. Disponível em: Acesso em: 25/06/2009. KNUCKLES, B.E., KUZMICKY, D.D, BETSCHART, A.A. Effect of phytate and partially hydrolyzed phytate on in vitro protein digestibility. Journal of Food Science. 50:1080. 1985. MADDAIAH, V.T.; KURNICK, A.A., REID, B.L. Phytic acid studies. Proc. of the Soc. for Exp. Biol. Med. 115:391. 1963. MAGA, J.A. Phytate: its chemistry, occurrence, food interactions, nutritional significance, and methods of analysis. Journal of Agricultural and Food Chemistry, v.30, p.1-9, 1982. MENG, X.; SLOMINSKI, B.A. Nutritive values of corn, soybean meal, canola meal, and peãs for broiler chickens as affected by a multicarbohydrase preparation of cell wall degrading enzymes. Poultry Science, 84:1242-1251, 2005. OBERLEAS, D. Phytates. In: Toxicants Occurring Naturally in Foods. National Academy of Sciences, Washington, D.C. p 363. 1973. PALLAUF, J, RIMBACH, G. Recent results on phytic acid and phytase. Proceedings of 5th Forum Animal Nutrition, BASF, p. 43, May 4-5, 1995. PAYNE, R.L.; LAVERGNE, T.K.; SOUTHERN, L.L. A comparison of two sources of phytase in liquid and dry forms in broilers. Poultry Science, 8:265-272, 2005. PIZZOLANTE, C.C. Estabilidade da fitase e sua utilização na alimentação de frangos de corte. 2000. 117p. Tese (Doutorado em Nutrição de Monogástricos) - UFLA – Lavras, 2000. SELLE, P.H.; RAVINDRAN, V. BRYDEN, W.L.; SCOTT, T.A. Influence of dietary phytate and exogenous phytase on amino acid digestibility in Poultry: A review. Journal of Poultry Science, 43:89, 2006. SELLE, P.H.; RAVINDRAN, V. Microbial phytase in poultry nutrition. Review. Animal Feed Science and Technology. 135. 1-41, (2007). SHELTON, J.L.; SOUTHERN, L.L.; GASTON, L.A.; FOSTER, A. Evaluation of the nutrient matrix values for phytase in broilers. Journal Applied of Poultry Research, 13:213-221, 2004. SIMONS, P.C.M. et al. Improvement of phosphorus availability by microbial phytase in broilers and pig. British Journal of Nutrition, v.64, p.525-540, 1990. SINDIRAÇÕES. Sindicato Nacional da Indústria de Alimentação Animal. Produção de Ração para avicultura de corte cresce 10,4% em 2008. Indicativos. Disponível em: Acesso em: 25/06/2009. SINGH, M., KRIKORIAN, A.D. Inhibition of trypsin activity by phytate. Journal of Agricultural and Food Chemistry. 30:799. 1982. SOUZA, L.W.O. Biodisponibilidade do fósforo em ingredientes alternativos (Revisão de Literatura). Revista Científica Eletrônica de Medicina Veterinária. 3. Ed., Julho, 2004. SOUZA, R.M. Uso de complexo enzimático em rações fareladas e peletizadas para frangos de corte. Dissertação de Mestrado, Universidade Federal de Lavras, 2005. REDDY, N.R.; SATHE, S.K. SALUNKHE, D.K. Phytates in legumes and cereals. Advances in Food Research, v.28, p.1-92, 1982. TAMIM, N.M.; ANGEL, R.; CHRISTMAN, M. Influence of dietary calcium and phytase on phytate phosphorus hydrolysis in broiler chickens. Poultry Science, 83:1358-1367, 2004. THOMPSON, L.U., BUTTON, C.L., JENKINS, D.J.A. Phytic acid and calcium affect the in vitro rate of navy bean starch digestion and blood glucose response in humans. Am. J. Clin. Nutr. 46:467, 1988. WODZINSKI, R.J.; ULLAH, A.H.J., 1996. Phytase. Adv. Appl. Microbiol. 42, 263–303.