Água produção frangos

A água é considerada um dos nutrientes mais importantes para os animais (Viola et al., 2009), representando 58 a 65% (Riek et al., 2008) ou 85% (Leeson & Summers, 2001) do peso corporal das aves adultas e dos pintos, respectivamente. Provavelmente, a restrição hídrica seja um dos fatores que mais contribui para a queda de desempenho na produção avícola. Viola et al. (2009), trabalhando com frangos, observaram que níveis crescentes de restrição de água (0, 10, 20, 30 e 40%) promoveram uma diminuição linear no desempenho, no peso dos órgãos e na altura das vilosidades duodenais, tornando os animais mais agressivos e irritadiços. Assim sendo, o objetivo deste texto é mostrar a importância da água na avicultura do ponto de vista nutricional (sendo considerados por muitos técnicos o "nutriente esquecido") e também como valorizá-la em termos qualitativos.

De uma maneira geral, o consumo de ração é o principal determinante da quantidade de água a ser ingerida pelas aves, quando elas se encontram em condição de termoneutralidade. Tipicamente, os galináceos consomem um volume de água 1,6 a 2,0 vezes maior do que o volume de ração (Sarvory, 2010). Entretanto, esta proporção não é fixa e outros fatores podem alterá-la. De uma maneira geral, nas aves é possível observar que o consumo de água aumenta de acordo com a idade, enquanto que a quantidade de água ingerida por kg de peso corporal tende a diminuir (May et al., 2000; Fairchild & Ritz, 2009). Aves mais velhas têm um percentual de água corporal menor do que aves mais jovens (Larbier & Leclercq, 1994).
Um dos fatores predisponentes ao aumento no consumo de água pelas aves é o aumento no nível de proteína bruta da dieta. O excesso de proteína deverá ser catabolizado e excretado através dos rins, na forma de ácido úrico (Francesch & Brufau, 2004). Entretanto, esta observação se confunde quando a dieta é formulada à base de farelo de soja. Neste caso, o aumento no consumo de água também pode ser ocasionado pelo aumento na concentração de potássio (Bellaver et al., 2005). Também, os minerais da dieta exercem grande influência sobre o consumo de água, sobretudo o sódio (Na) e o potássio (K) (Smith et al., 2000). Ainda, o aumento no equilíbrio ácido-base da dieta, também conhecido por DEB (dietary eletrolitic balance) ou número de Mongin e calculado através da equação mEqNa+ + mEqK+ - mEqCl-, está associado a um aumento no consumo de água (Borges et al., 2003).
A inclusão de cereais ricos em polissacarídeos não amiláceos (PNA) pode proporcionar um aumento no consumo de água das aves (Francesch & Brufau, 2004). Lee et al. (2004) observaram um aumento na relação consumo de água:consumo de ração em frangos alimentados com dieta contendo centeio. Também verificaram que e a adição de enzimas em dietas ricas em PNA pode diminuir a ingestão de água.
A temperatura ambiente é uma das variáveis que apresenta maior influência sobre o consumo de água. Acima da zona de conforto térmico, o consumo de água aumenta proporcionalmente com o aumento da temperatura do ambiente, pois as aves ofegam, procurando equilibrar a temperatura corporal, o que faz com que haja perda corporal de água. Diversos mecanismos fisiológicos foram propostos. Entre eles podem ser citados o ressecamento dos receptores térmicos localizados na orofaringe, a desidratação sistêmica e/ou a alteração na temperatura cerebral (Leeson & Summers, 2001). Ainda, aves em situação de estresse térmico tendem a aumentar a produção de urina (Belay et al., 1992; Belay & Teeter, 1993), em virtude da maior produção de urina hipo-osmótica (Leeson & Summers, 2001). Singleton (2004) observaram que após 20ºC, para cada 1ºC que a temperatura ambiental aumentou, o consumo de água aumentou em 6%, enquanto que o consumo de ração diminuiu em 1,23%. Entretanto, outros fatores que influenciam a capacidade de dispersar calor das aves podem ocasionar alteração no consumo de água, mesmo em condições de termoneutralidade, como a densidade de alojamento (Sarvory, 2010) e a velocidade de ar no galpão (May et al., 2000).
Ainda, outros fatores podem afetar o consumo de água, como o genótipo (Larbier & Leclercq, 1994), o sexo (Ziaei et al., 2010), o consumo de ionóforos (Fransesch & Brufau, 2004), o conteúdo de fibras da dieta (Hocking, 2006), a qualidade da água, as características dos bebedouros (tipo e altura, pressão do sistema, ou agentes físicos nas linhas de bebedouros, impedindo o fluxo de água), entre outros.
Assim, as exigências e o consumo de água podem apresentar grandes variações entre diferentes plantéis e a única recomendação geral a ser feita é de que a água, ao contrário dos outros nutrientes das dietas, deve ser ofertada à vontade, em quase todas as situações. É de extrema importância que as empresas definam o consumo esperado de seus plantéis nas suas condições de produção e que monitorem constantemente este parâmetro (Jones & Watkins, 2009; Watkins & Tabler, 2009). Alterações bruscas no consumo de água requerem avaliação da ou das causas pois elas podem prejudicar o desempenho das aves (caso o consumo esteja aquém do esperado) ou aumentar a umidade da cama, aumentando a incidência de pododermatite e de doenças respiratórias (caso o consumo ou o desperdício de água esteja além do esperado), podendo assim comprometer o bem estar das aves no plantel (Manning et al., 2007).

O fornecimento de água de boa qualidade para as aves é essencial para manter a produtividade do plantel. 

3.1. Qualidade microbiológica da água

É recomendada a avaliação da qualidade microbiológica da água pelo menos duas vezes ao ano, com colheita de amostras no poço, no reservatório e nos vários setores da granja (Gama et al., 2008). Se o número de microorganismos encontrados estiver acima do esperado, isso indica contaminação da água. Geralmente isto ocorre pela presença de animais próximos ao local de captação de água, ao projeto indevido de coleta de dejetos animais ou do projeto do poço de coleta de água ou pela proteção inadequada contra a drenagem de água da superfície (Carter & Sneed, 1996).

Uma revisão abrangente dos microorganismos patogênicos que podem ser potencialmente transmitidos via água de bebida pode ser encontrada em Amaral (2004). O Conselho Nacional de Meio Ambiente (CONAMA), órgão vinculado ao Ministério do Meio Ambiente do Brasil, determinou a qualidade que as águas superficiais devem possuir para serem fornecidas aos animais. De acordo com esta Resolução, estas águas devem atender os padrões estipulados para a Classe 3, que estipula que águas para dessedentização de animais domésticos não devem conter mais do que 1000 coliformes termotolerantes por 100 mililitros, em 80% ou mais de pelo menos 6 amostras, coletadas durante o período de um ano, com freqüência bimestral (Brasil, 2005).

3.2. Características físico-químicas

Também é recomendada a avaliação físico-química da água duas vezes ao ano. As seguintes análises são sugeridas:

- Sólidos dissolvidos totais: Também conhecido como salinidade. É a medida da concentração de matéria inorgânica da água (sais de Ca, Mg e Na, na forma de bicarbonatos, cloretos, sulfatos). É um dos principais indicadores da qualidade mineral da água. Níveis acima de 3.000 mg/L podem estar associados ao aumento na incidência de cama úmida e a queda de desempenho (National Research Council, 1994).

- Dureza: Representa a presença de sais de Ca e Mg e é apresentada em quantidades equivalentes de CaCO₃. Apesar de não afetar a saúde dos animais, em altas quantidades pode afetar a eficácia de substâncias terapêuticas administradas via água de bebida (por exemplo, tetraciclinas), pode promover depósitos (especialmente de carbonatos de Ca, Fe, Mg e Mn), que causam obstrução em encanamentos e bebedouros, nebulizadores e a diminuição da eficácia de sabões, detergentes e outros produtos utilizados na limpeza das instalações.

- pH: Se estiver muito baixo, podem ser observados corrosão de equipamentos de distribuição de água, queda no desempenho de frangos, diminuição na efetividade de substâncias terapêuticas e vacinas administradas via água de bebida. Por outro lado, pH muito alto pode estar associado a precipitação de algumas moléculas de substâncias terapêuticas e a inativação ou a diminuição da eficácia do cloro.

- Nitritos e nitratos: Se os valores estiverem muito altos, pode sugerir a contaminação da água com bactérias e/ou com fertilizantes. A origem da água também deve ser verificada. Se for de poço, observar se ele se encontra devidamente isolado, especialmente de animais e terra fertilizada. Infiltrações oriundas de fossas sépticas também podem estar associadas ao aumento nestes parâmetros.

- Sulfatos: Altos níveis apresentam efeito laxativo em aves.

- Ferro: A presença de alta quantidade deste mineral na água está associada a alterações em suas características organolépticas (coloração vermelha, ferrugem ou escura e também alterações no odor) e pode levar ao entupimento nas tubulações e nos bebedouros tipo "nipple". Outra conseqüência relacionada à alta concentração de ferro na água de bebida é o aumento na sobrevivência de coliformes (Grandjean et al., 2006), que necessitam deste nutriente para muitas de suas funções biológicas, comprometendo assim a sanidade dos plantéis. 

- Outras análises físico-químicas também são recomendadas, como a análise da presença de sódio, de cloreto e de magnésio. Para obter mais informações sobre os limites aceitáveis e as implicações da presença destas substâncias na água de bebida, é recomendada a consulta de alguns trabalhos encontrados on-line (Brasil, 2005; German et al., 2008; Olkowski, 2009).

4.1. Desinfecção da água de bebida e cloração

Os principais produtos utilizados são à base de cloro (hipoclorito de sódio e dióxido de cloro), de peróxido de hidrogênio, de amônia e de acidificantes orgânicos. Há diversos produtos, algumas vezes associando várias substâncias e as recomendações sobre dosagem e modo de uso devem seguir as especificações de cada um. A acidificação da água de bebida é uma maneira de potencializar a ação do cloro. Existem também pastilhas à base de hipoclorito de cálcio e tricloro isocianurato de sódio. Como a utilização de cloro na água tem sido sistematicante recomendada, algumas considerações devem ser feitas com relação a esta prática.

O derivado clorado, ao ser adicionado na água, irá se dissociar em ácido hipocloroso (HClO) e íons hipoclorito (OCl^-). O cloro residual livre é a soma da quantidade de HClO e OCl^- na água. Entretanto, o poder germicida do OCl^- é bem menor do que o do HClO. O cloro também pode combinar-se com compostos nitrogenados presentes na água, formando as cloraminas ou cloro residual combinado (NH₂Cl, NHCl₂ e NCl₃), praticamente sem ação germicida (Macedo, 2006). O cloro residual total é a soma dos cloros residuais livre e combinado. Esta definição possui importância em termos práticos, pois dependendo do método utilizado para medir a concentração de cloro na água de bebida (fitas, que medem o cloro residual livre e kit de ortolidina, que mede o cloro residual total), a interpretação dos resultados será diferente. Recomenda-se que a água de bebida das aves tenha de 1 a 3 ppm de cloro (Jaenisch, 1999), que deve ser medido nos pontos mais afastados do local onde é adicionado o cloro na água (a água para análise deverá ser coletada diretamente no nipple ou na mangueira que dá acesso ao bebedouro, no caso dos bebedouros tipo pendular). Durante a limpeza das linhas de bebebdouros, após a saída do lote de aves, recomenda-se utilizar a "cloração de choque", com 200 ppm de cloro (Gama et al., 2008).

Além da concentração de cloro na água, uma outra medida da eficácia da cloração da água de bebida é o potencial de óxido redução (ORP) que a água apresenta após a administração de cloro. A ação do cloro sobre os microorganismos se dá basicamente pelo seu potencial de oxidar as membranas das células destes microorganismos, ou seja, atrair os elétrons destas membranas, culminando na sua morte. Esta movimentação de elétrons gera um potencial de óxido-redução na água, que pode ser medido a partir de um medidor de ORP. Assim, ao medir o valor de ORP da água clorada, obtém-se uma medida precisa da efetividade com que o cloro está exercendo sua atividade em eliminar os microorganismos, em detrimento somente da concentração de cloro na água, que pode ser influenciada por diversos fatores, tais como o pH (quanto mais alto o pH, maior formação de OCl^-, com baixo poder microbiocida, em detrimento do HClO), a alta concentração de sólidos dissolvidos totais e a presença de matéria orgânica na água (Suslow, 2004). Diversos estudos evidenciaram que um valor de ORP entre 650 e 700 mV é suficiente para eliminar em 30 segundos a maioria das bactérias patogênicas, como Salmonellas sp e a Escherichia coli O157:H7 (Suslow, 2004).

4.2. Limpeza de caixas d'água, reservatórios centrais e linhas de bebebdouros

Recomenda-se realizar a limpeza e a desinfecção do encanamento que leva a água para o galpão e o reservatório central (caixa d'água) a cada 6 meses e a limpeza das linhas de bebedouros a cada saída de lote. Procedimentos detalhados de como realizar a limpeza das linhas de bebedouros são encontrados em World Health Organization (1994), Watkins (2006) e Watkins (2008), enquanto que a limpeza dos reservatórios centrais está detalhadamente descrito por Macedo (2006).

4.3. Recomendações gerais relacionadas aos locais de captação de água

De uma maneira geral, o tratamento convencional para obtenção de água potável inclui o gradeamento, a retirada de sabor e de odor, a clarificação e a filtração (Macedo, 2004). Quando a captação da água for feita em fontes, recomenda-se que as instalações sanitárias estejam localizadas em sentido oposto ao da correnteza (rio abaixo), e devem estar no mínimo a 30 metros de distância. Não deverá haver água de chuva, fossas sépticas, latrinas ou dejetos próximo da fonte. Deve ser evitado jogar resíduos sólidos na área próxima à fonte. Construir trincheiras para desviar a água da chuva da fonte. Cercar o local, evitando acesso de animais a uma distância mínima de 8 metros. Construir um duto para coletar a água da fonte (Amaral, 2004).

Quando a água for captada de poços, recomenda-se que estes estejam localizados acima de potenciais focos de contaminação, no mínimo a 15 metros de fossas sépticas ou a 30 metros de instalações com suínos ou bovinos. A abertura do poço deve estar acima do nível do solo (40 cm), cimentado ao redor, e com trincheiras para desviar a água da chuva. Deve ser impermeabilizado no mínimo a 3 metros da superfície, para evitar que a água penetre da superfície pelas laterais (a parede interna também pode ser impermeabilizada, através da colocação de uma tubulação de concreto). Deve ser coberto, evitando a entrada de animais ou sujidades. Deve ter um meio adequado para retirar a água. Caso seja construído próximo de rios ou lagos, não deverá ser construído em locais sujeitos a inundações (Amaral, 2004).

4.4. Temperatura da água

A temperatura da água apresenta grande influência sobre o consumo, de modo que aves, especialmente frangos criados em ambiente com alta temperatura, apresentam acentuada queda no consumo quando temperatura da água se apresenta muito elevada. Assim, as caixas d'água devem ser construídas em locais protegidos e sombreados, evitando que a temperatura da água ultrapasse 21°C. Os canos que levam a água até o aviário/galpão devem ser enterrados a uma profundidade média 50 cm, para evitar aquecimento da água.

Amaral LA do. 2004. Drinking Water as a Risk Factor to Poultry Health. Braz J Poult Sci, 6, 4:191-199.

Belay T & Teeter RG. 1993. Broiler water balance and thermobalance during thermoneutral and high ambient temperature exposure. Poult Sci, 72:116-124.

Belay T, Wiernusz CJ & Teeter RG. 1992. Mineral balance and urinary and fecal mineral excretion profile of broilers housed in thermoneutral and heat-distressed environments. Poult Sci, 71:1043-1047.

Bellaver C, Costa CAF, Fraha VSAM, Lima GJMM, Hackenhar L & Baldi P. 2005. Substituição de farinhas de origem animal por ingredientes de origem vegetal em dietas para frangos de corte. Ciência Rural, 35, 3:671-677.

Borges SA, Fischer da Silva AV, Ariki J, Hooge DM & Cummings KR. 2003. Dietary electrolyte balance for broilers chickens under moderately high ambient temperatures and relatively humidities. Poult Sci, 82:301-308.

Brasil. 2005. Conselho Nacional do Meio Ambiente - Conama. RESOLUÇÃO CONAMA nº 357, de 17 de março de 2005. Publicada no DOU no 53, de 18 de março de 2005, Seção 1, páginas 58-63.

Carter TA & Sneed RE. 1996. Drinking Water Quality for Poultry. North Carolina Cooperative Extension Service. Publication Number: PS&T #42.

Fairchild BD & Ritz CW. 2009. Poultry drinking water primer. The University of Georgia. Bulletin 1301.

Francesch M & Brufau J. 2004. Nutritional factors affecting excreta/litter moisture and quality. Worlds Poult Sci J., 60:64-75.

Gama NMSQ, Togashi CK, Ferreira NT, Buim MR, Guastalli EL & Fiagá DAM. 2008. Conhecendo a água utilizada para as aves de produção.Biológico, São Paulo, 70, 1:43-49.

German D, Thiex N & Wright C. 2008. Interpretation of Water Analysis for Livestock Suitability. South Dakota State University, publication C274.

Grandjean D, Jorand F, Guilloteau H, Block JC. 2006. Iron uptake is essential for Escherichia coli survival in drinking water. Lett Appl Microbiol 43:111-117.

Hocking PM. 2006. High-fibre pelleted rations decrease water intake but do not improve physiological indexes of welfare in food-restricted female broiler breeders. Br Poult Sci, 47, 1:19-23.

Jaenisch, FRF. 1999. Aspectos de biosseguridade para plantéis de matrizes de corte. Instrução técnica para o avicultor no. 11. Embrapa Suínos e Aves - Concórdia, SC.

Jones FT & Watkins SE. 2009. How does taste influence water consumption in broilers? Avian Advice. 11, 1: 8-11. Downloaded do site:

http://www.avianadvice.uark.edu/AA%20PDFs/avianadvice_spr09.pdf

Larbier M & Leclercq B. 1994. Nutrition and feeding of poultry. Nottinghan: Nottingham University Press, 305 p.

Lee KW, Everts H, Kappert HJ, van der Kuilen J, Lemmens AG, Frehner M & Beynen AC. 2004. Growth performance, intestinal viscosity, fat digestibility and plasma cholesterol in broiler chickens fed a rye-containing diet without or with essential oil components. Interl J Poult Sci, 3, 9:613-618.

Leeson S & Summers JD. 2001. Scott's nutrition of the chicken. 4 ed. Ontario:University Books Inc. 620 p.

Macêdo JAB. 2004. Águas & águas. Belo Horizonte: CRQ-MG. 977p.

Macedo, JAB. 2006. Otimização do uso da água na avicultura. Conferência Apinco 2006. Anais. FACTA - Fundação Apinco de ciência e tecnologias avícolas.

Manning L, Chadd S.A & Baines R.N. 2007. Water consumption in broiler chicken: a welfare indicator. Worlds Poult Sci J., 63:63-71.

May, JD, Lott, BD & Simmons, JD. 2000. The effect of air velocity on broiler performance and feed and water consumption. Poult Sci., 79:1396-1400.

National Research Council. 1994. Nutrient Requirements of Domestic Animals. Nutrient Requirements of Poultry. 9 ed. Washington, DC: Natl. Acad. Sci., 153p.

Olkowski AA. 2009. Livestock Water Quality : A Field Guide for Cattle, Horses, Poultry and

Swine. Agriculture and Agri-Food, Canada.

Riek A, Gerken M, Werner C & Gonde A. 2008. Deuterium for estimating total body water and turnover rates in turkeys exposed to different incubation treatments. Poult Sci., 87:2624-2628.

Sarvory J. 2010. The welfare of domestic fowls and other captive birds. Animal Welfare, parte 2,9:165-187. 

Singleton R. 2004. Hot weather broiler and breeder management. Asian Poultry Magazine, p.26-29.

Smith A, Rose SP, Wells RG & Pirgozliev V. 2000. Effect of excess dietary sodium, potassium, calcium and phosphorus on excreta moisture of laying hens. Br Poult Sci, 41, 5:598-607.

Suslow TV. 2004. Oxidation-reduction potential (ORP) for water disinfection monitoring, control and documentation. University of California. ANR Publication 8149. 

Viola TH, Ribeiro AML, Penz Jr AM & Viola ES. 2009. Influence of water restriction on the performance and organ development of young broilers. Revista Brasileira de Zootecnia, 38, 2:323-327.

Watkins S. 2006. Clean Water Lines For Flock Health. Avian Advice - Volume 8, Number 2.

Watkins S. 2008. Higiene nas linhas de água de beber. Circular Técnica Aviagen do Brasil.

Watkins S & Tabler GT. 2009. Broiler water consumption. Avian Advice, v.11, n.2,p.11-12, 2009. Downloaded do site:

http://www.avianadvice.uark.edu/AA%20PDFs/avianadvice_Vol11No2.pdf

World Health Organization. 1994. Guidelines on cleaning, disinfection and vector control in salmonella enteritidis infected poultry farms. Report of a workshop on "Preparation of a guidelines on cleaning, disinfection and vector control in salmonella enteritidis infected poultry farms". WHO. Veterinary Public Health Unit. Bakum/Vechta, june 1993. WHO.

Ziaei N, Guy JH, Edwards S, Blanchard P, Ward J & Feuerstein D. 2004. Effect of gender on water, feed intake and dry matter consistency of broilers. 2004 Spring meeting of the WPSA UK branch posters. Br Poult Sci, 45, 2, S55-S56.